Diagnose - Naegleria Fowleri

2023 Autor: Stephanie Arnold | [email protected]. Zuletzt bearbeitet: 2023-05-20 19:51

• Diagnosetest
• Pre-Mortem-Diagnose
• Post-Mortem- und Autopsiediagnose
• Klinische Proben zur Diagnose bei CDC

Ärzte: Für diagnostische Unterstützung rund um die Uhr, Anleitungen zur Probenentnahme, Versandanweisungen und Behandlungsempfehlungen wenden Sie sich bitte an das CDC Emergency Operations Center unter der Nummer 770-488-7100. Ausführlichere Anleitungen finden Sie unter Informationen für Angehörige der Gesundheitsberufe.

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Video: Laborerkennung von Naegleria fowleri

Laborerkennung der externen Ikone Naegleria fowleri, Jordan Smelski Foundation.

Fachexperten, darunter die CDC-Expertin Dr. Jennifer Cope, liefern Hintergrundinformationen zu Naegleria fowleri und diskutieren, wie die Amöbe in diagnostischen Proben identifiziert werden kann.

Diagnosetest

Direkte Visualisierung

CSF ¹, ²

Trophozoit von Naegleria fowleri in CSF, gefärbt mit H & E.

Die Diagnose einer Naegleria fowleri-Infektion kann am schnellsten durch mikroskopische Untersuchung von frischer, nicht gefrorener, ungekühlter Liquor cerebrospinalis (CSF) gestellt werden (HINWEIS: Proben können nicht eingefroren oder gekühlt werden, da kalte Temperaturen die Amöben töten). Eine feuchte Ansammlung von frisch zentrifugiertem CSF-Sediment könnte aktiv bewegte Trophozoiten zeigen. Naegleria fowleri (15-30 µm Trophozoit) bewegt sich mit eruptiven Pseudopoden schnell (~ 1 µm / s) und kurvenreich in einer im Allgemeinen linearen Vorwärtsrichtung. Zusätzlich kann Naegleria in CSF-Abstrichen oder -Kulturen unter Verwendung von Hämatoxylin- und Eosin (H & E) -, Periodsäure-Schiff (PAS) -, Trichrom-, Giemsa- oder Wright-Giemsa-Färbungen identifiziert werden. Ein Gram-Fleck sollte vermieden werden, da die Amöben während der Wärmefixierung zerstört werden können. Ein gefärbter CSF-Abstrich zeigt amöboidale Trophozoiten mit einer für Naegleria typischen Morphologie (dh einen Kern mit einem großen, zentral gelegenen und dicht färbenden Nukleolus). Wenn Amöben im Liquor identifiziert werden, sollte die Diagnose von PAM anschließend durch PCR oder immunhistochemische (IHC) Tests bestätigt werden.

Gewebe ¹, ²

Trophozoit von Naegleria fowleri in CSF, mit Trichrom gefärbt. Bild mit freundlicher Genehmigung des Texas State Health Department.

Die Diagnose kann auch durch mikroskopische Untersuchung von Hämatoxylin und Eosin (H & E), periodischen Säure-Schiff (PAS) -, Trichrom-, Giemsa- oder Wright-Giemsa-gefärbten Abstrichen von Hirnbiopsien oder Autopsien gestellt werden, die Trophozoiten mit einer für Morphologie typischen Morphologie aufweisen könnten Naegleria fowleri. Die amöboidalen Trophozoiten messen 10 bis 35 um, aber wenn sie gerundet sind, haben sie normalerweise einen Durchmesser von 10 bis 15 um. Das Zytoplasma ist körnig und enthält viele Vakuolen. Der einzelne Kern ist groß und hat ein großes, dichtes Karyosom. Naegleria fowleri bildet im menschlichen Gewebe keine Zysten.

Verweise

1. Visvesvara GS. Amöbenmeningoenzephalitiden und Keratitis: Herausforderungen bei Diagnose und Behandlung. Externes Symbol Curr Opin Infect Dis. 2010 Dec; 23 (6): 590 - 4.
2. da Rocha-Azevedo B, Tanowitz HB, Marciano-Cabral F. Diagnose von Infektionen durch pathogene frei lebende Amöben. Externe Ikone Interdiscip Perspect Infect Dis. 2009; 2009: 251406.

Immunhistochemische Färbung

Indirekter Immunfluoreszenz (IIF) -Assay für Naegleria fowleri, 1000-fache Ölvergrößerung

Immunhistochemische Färbetechniken, wie die indirekte Immunfluoreszenzfärbung (IIF) und die Färbung mit alkalischer Immunphosphatase (IHC), verwenden einen für Naegleria fowleri spezifischen Antikörper, gefolgt von einer mikroskopischen Untersuchung, um Naegleria fowleri in Gewebe, Kultur oder CSF ¹, ² zu identifizieren.

Verweise

1. Visvesvara GS. Amöbenmeningoenzephalitiden und Keratitis: Herausforderungen bei Diagnose und Behandlung. Externes Symbol Curr Opin Infect Dis. 2010 Dec; 23 (6): 590 - 4.
2. da Rocha-Azevedo B, Tanowitz HB, Marciano-Cabral F. Diagnose von Infektionen durch pathogene frei lebende Amöben. Externe Ikone Interdiscip Perspect Infect Dis. 2009; 2009: 251406.

Serologie

Serologische Tests auf Naegleria fowleri unter Verwendung eines indirekten Immunfluoreszenz-Antikörper-Tests (IFA) werden derzeit als Forschungstechnik angesehen, da sie nicht für die Verwendung als routinemäßiges diagnostisches Verfahren bewertet wurden. Obwohl eine IFA durchgeführt werden kann, um Serumantikörpertiter in Patientenseren zu messen, sterben die meisten Patienten mit PAM, bevor eine Immunantwort ausgelöst wird. Der kalifornische PAM-Überlebende zeigte jedoch eine serologische Reaktion ^{1, 2}.

Verweise

1. Seidel JS, Harmatz P, Visvesvara GS, Cohen A, Edwards J, Turner J. Erfolgreiche Behandlung der primären amöbischen Meningoenzephalitis. Externe Ikone N Engl J Med. No. 1982; 306: 346 - 8.
2. Visvesvara GS, Moura H, Schuster FL. Pathogene und opportunistische frei lebende Amöben: Acanthamoeba spp., Balamuthia mandrillaris, Naegleria fowleri und Sappinia diploidea. externes Symbol FEMS Immunol Med Microbiol. 2007; 50: 1-26.

Polymerasekettenreaktion (PCR)

DNA wurde erfolgreich aus CSF- und nicht fixierten Gewebeproben amplifiziert. Die Typisierung von Isolaten kann durchgeführt werden, über die natürlichen Populationen ist jedoch wenig bekannt, um diese Daten in einen biologischen Kontext zu stellen. Eine zunehmende Anzahl von PCR-basierten Techniken (konventionelle und Echtzeit-PCR) wurde zum Nachweis und zur Identifizierung frei lebender Amöbeninfektionen in klinischen Proben beschrieben, sind jedoch nur in ausgewählten diagnostischen Referenzlabors ^1-3 verfügbar. Am CDC wurde eine Echtzeit-PCR zur qualitativen Beurteilung von Naegleria fowleri, Acanthamoeba spp. Und Balamuthia mandrillaris in klinischen Proben entwickelt. Dieser Assay verwendet unterschiedliche Primer und TaqMan-Sonden zur gleichzeitigen Identifizierung aller drei frei lebenden Amöben ¹.

Verweise

1. Qvarnstrom Y, Visvesvara GS, Sriram R, da Silva AJ. Multiplex-Echtzeit-PCR-Assay zum gleichzeitigen Nachweis von Acanthamoeba spp., Balamuthia mandrillaris und Naegleria fowleri. Externes Symbol J Clin Microbiol. 2006; 44 (10): 3589 - 95.
2. Robinson BS, Monis PT, Dobson PJ. Schnelle, empfindliche und diskriminierende Identifizierung von Naegleria spp. durch Echtzeit-PCR und Schmelzkurvenanalyse. Externes Symbol Appl Environ Microbiol. 2006; 72 (9): 5857 - 63.
3. Marciano-Cabral F., MacLean R., Mensah A., LaPat-Polasko L. Identifizierung von Naegleria fowleri in häuslichen Wasserquellen durch verschachtelte externe PCR. Externes Symbol Appl Envirol Microbiol. 2003; 69: 5864 - 9.

Kultur

Kultur ist ein Routineverfahren zur Identifizierung frei lebender Amöben in klinischen und Umweltproben. Es beinhaltet das Inokulieren von Säugetierzellkulturen und das Überwachen auf Zytopathogenität oder Wachstum auf E. coli-Rasenflächen. Für das Wachstum auf einem E. coli-Rasen wird die Probe auf eine mit Bakterien bedeckte Wachstumsplatte gegeben, die als Nahrungsquelle für Naegleria fowleri dienen kann. Das anfängliche Screening wird durch Inkubation der Platte bei einer höheren Temperatur (108 ° F / 42 ° C) erreicht, die die meisten frei lebenden Amöben abtötet, während thermophile Amöben wie Naegleria fowleri oder andere Amöben ausgewählt werden. Dieser Startbildschirm wird als Spuren einer Amöbe angezeigt, die sich über die Platte bewegt und die Bakterien frisst. Wenn auf der bei der höheren Temperatur gewachsenen Platte keine Amöben vorhanden sind, ist Naegleria fowleri nicht vorhanden. Wenn auf der bei der höheren Temperatur gezüchteten Platte thermophile Amöben vorhanden sind, werden diese Amöben weiteren spezifischen Tests unterzogen, um festzustellen, ob Naegleria fowleri vorhanden ist, da andere thermophile frei lebende Amöben vorhanden sein könnten. Naegleria kann spezifisch in Kulturen aus klinischen Proben unter Verwendung von Hämatoxylin- und Eosin (H & E) -, periodischen Säure-Schiff (PAS) -, Trichrom-, Giemsa- oder Wright-Giemsa-Färbungen identifiziert werden. Gefärbte Kulturen könnten Trophozoiten mit einer für Naegleria fowleri typischen Morphologie aufweisen, wie zuvor beschrieben. In Kultur können Trophozoiten mehr als 40 um messen. Ein negatives Kulturergebnis schließt das Vorhandensein frei lebender Amöben nicht aus, und andere Tests sollten durchgeführt werden ¹.

Verweise

Visvesvara GS. Parasitenkultur: Acanthamoeba und Naegleria spp. In: Garcia LS, Herausgeber. Handbuch für klinische Mikrobiologieverfahren. 3rd ed. Washington, DC: ASM Press; 2010

Proben, die für die Prä-Mortem-Diagnose benötigt werden

Klinische Proben zur Diagnose bei CDC

Wenn möglich, fordert CDC, dass die folgenden Proben zur Diagnose an CDC gesendet werden:

• Frischer CSF (Bitte NICHT EINFRIEREN und NICHT KÜHLEN, da dies die Amöben tötet)

• Wenn der Patient eine Biopsie hatte, bitten wir auch:

  • Frisches Hirngewebe (Bitte NICHT EINFRIEREN und NICHT KÜHLEN);

  • Formalin-fixierte und in Paraffin eingebettete Gewebe

    Drei gefärbte H & E-Objektträger

Mehr Informationen

• Einreichen von Proben an CDC
• Testauftrag: Ameba-Identifikation

ZNS-Gewebe

Naegleria fowleri wird höchstwahrscheinlich in Biopsie- oder Autopsiegewebe nachgewiesen, das aus der Umgebung der Nasen-Riechkolben im Gehirn entnommen wurde. CDC fordert jedoch, dass neben dem Riechkolben auch Gewebe von anderen ZNS-Stellen entnommen werden, um nach anderen möglichen Stellen für den Eintritt von Amöben in das Gehirn zu suchen, beispielsweise um den Hörnerv herum.

Extra-ZNS-Gewebe

Es sollten alle möglichen Schritte unternommen werden, um die Möglichkeit einer Kreuzgewebekontamination zwischen ZNS- und Extra-ZNS-Geweben zu minimieren. Diese Schritte sollten mindestens Folgendes umfassen:

• • Abschluss der Bruttountersuchung und Probenentnahme aus allen Extra-ZNS-Geweben vor der Untersuchung der ZNS-Gewebe
  • Verwendung separater Arbeitsbereiche und Präparierwerkzeuge für das Gewebe außerhalb des ZNS und des ZNS
  • Platzieren gewonnener Proben von Extra-ZNS- und ZNS-Geweben in getrennten Formalinbehältern
  • Alle Gewebe, insbesondere Extra-ZNS und ZNS, getrennt verarbeiten

  • Extra-ZNS- und ZNS-Gewebe getrennt schneiden

    Wenn die gleiche Ausrüstung zum Schneiden des Gewebes verwendet wird, schneiden Sie zuerst Gewebe außerhalb des ZNS und schließen Sie einen Reinigungsschritt zwischen verschiedenen Geweben ein

Die Proben können dann an CDC gesendet werden.

Klinische Proben zur Diagnose bei CDC

Wenn möglich, senden Sie bitte folgende Exemplare:

• Frischer CSF (Bitte NICHT EINFRIEREN und NICHT KÜHLEN, da dies die Amöben tötet)
• Frisches, nicht fixiertes Hirngewebe
• Frisches, nicht fixiertes Gewebe (außer Gehirn)

• Formalin-fixiertes, in Paraffin eingebettetes Gewebe

  • Drei H & E-gefärbte Objektträger
  • Sechs ungefärbte Objektträger
  • In Paraffin eingebetteter Gewebeblock

• Fotos der groben Gehirnmorphologie

  Besonders in der Nähe von Geruchs- und Hörbereichen

• Serum