Echtzeit-RT-PCR-Panel Zum Nachweis 2019-nCoV

Gebrauchsanweisung

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Inhaltsverzeichnis

• Einführung
• Proben
• Anforderungen an Reagenzien, Verbrauchsmaterialien und Ausrüstung
• Nukleinsäureextraktion
• Qualitätskontrolle
• rRT-PCR-Assays
• Testergebnisse interpretieren
• Assay-Einschränkungen
• Kontakt Informationen

Einführung

Zweck: Dieses Dokument beschreibt die Verwendung von Echtzeit-RT-PCR-Tests (rRT-PCR) zum qualitativen In-vitro-Nachweis von 2019-neuartigem Coronavirus (2019-nCoV) in Atmungsproben und Seren. Die 2019-nCoV-Primer- und Sondensätze sind für den universellen Nachweis von SARS-ähnlichen Coronaviren (N3-Assay) und für den spezifischen Nachweis von 2019-nCoV (N1- und N2-Assays) konzipiert.

Einschränkungen bei der Verwendung des Protokolls: Die hier beschriebenen rRT-PCR-Assays wurden nicht für andere als die in diesem Dokument beschriebenen Plattformen oder Chemikalien validiert.

Proben

Vorsichtsmaßnahmen für die biologische Sicherheit

Tragen Sie bei der Arbeit mit klinischen Proben geeignete persönliche Schutzausrüstung (z. B. Roben, Handschuhe, Augenschutz). Die Probenverarbeitung sollte in einer zertifizierten biologischen Sicherheitswerkbank der Klasse II gemäß den Richtlinien der Biosicherheitsstufe 2 oder höher durchgeführt werden. Weitere Informationen finden Sie unter:

• Vorläufige Richtlinien für die Entnahme, Handhabung und Prüfung klinischer Proben von untersuchten Personen (PUIs) für das neuartige Coronavirus 2019 (2019-nCoV) https://www.cdc.gov/coronavirus/2019-nCoV/lab/guidelines-clinical-specimens.html
• Biosicherheit in mikrobiologischen und biomedizinischen Laboratorien 5. Ausgabe verfügbar unter

Akzeptable Proben

• Atemproben, einschließlich: Nasopharyngeal- oder Oropharyngealaspirate oder -waschmittel, Nasopharyngeal- oder Oropharyngealabstriche, broncheoalveoläre Lavage, Trachealaspirate und Sputum.

  Tupferproben sollten nur auf Tupfern mit einer synthetischen Spitze (wie Polyester oder Dacron®) mit Aluminium- oder Kunststoffschäften gesammelt werden. Tupfer mit Kalziumalginat oder Baumwollspitzen mit Holzschäften sind nicht zulässig

Handhabung und Lagerung der Proben

• Die Proben können nach der Entnahme bis zu 72 Stunden bei 4 ^° C gelagert werden.
• Wenn eine Verzögerung der Extraktion zu erwarten ist, lagern Sie die Proben bei -70 ^° C oder niedriger.
• Extrahierte Nukleinsäuren sollten bei -70 ^° C oder niedriger gelagert werden.

Kriterien für die Ablehnung von Proben:

• Proben, die nicht bei 2-4 ° C (≤4 Tage) aufbewahrt oder bei -70 ° C oder darunter eingefroren wurden.
• Unvollständige Probenkennzeichnung oder Dokumentation.
• Unangemessener Probentyp.
• Unzureichendes Probenvolumen.

Anforderungen an Reagenzien, Verbrauchsmaterialien und Ausrüstung

Haftungsausschluss: Namen von Anbietern oder Herstellern werden als Beispiele für geeignete Produktquellen angegeben. Die Aufnahme bedeutet nicht, dass die Zentren für die Kontrolle und Prävention von Krankheiten dies befürworten.

Reagenzien und Zubehör

• rRT-PCR-Primer / Sonden-Sets
• Positive Vorlagenkontrolle
• TaqPath ™ 1-Schritt RT-qPCR Master Mix, CG (ThermoFisher; Kat. Nr. A15299 oder A15300)
• Wasser von molekularer Qualität, nukleasefrei
• Puderfreie Einweghandschuhe
• Aerosolbarrierespitzen P2 / P10, P200 und P1000
• Sterile, nukleasefreie 1, 5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen
• 0, 2 ml PCR-Reaktionsröhrchenstreifen oder Echtzeit-PCR-Reaktionsplatten mit 96 Vertiefungen und optische 8-Kappen-Streifen
• Labormarkierungsstift
• Kühlergestelle für 1, 5 Mikrozentrifugenröhrchen und 96-Well-0, 2-ml-PCR-Reaktionsröhrchen
• Gestelle für 1, 5 ml Mikrozentrifugenröhrchen

• Akzeptable Oberflächendekontaminanten

  • DNAZap ^TM (Life Technologies, Kat. Nr. AM9890)
  • DNA Away ^TM (Fisher Scientific; Kat. Nr. 21-236-28)
  • RNAse Away ^TM (Fisher Scientific; Kat. Nr. 21-236-21
  • 10% Bleichmittel (1:10 Verdünnung von handelsüblichem 5, 25-6, 0% Natriumhypochlorit)

Ausrüstung

• PCR Work Station [UV-Lampe; Laminare Strömung (Klasse 100 HEPA gefiltert)]
• Vortexmixer
• Mikrozentrifuge
• Mikropipetten (2 oder 10 µl, 200 µl und 1000 µl)
• Mehrkanal-Mikropipetten (5-50 µl)
• 2 Kühlblöcke mit 96 Vertiefungen
• -20 ° C (nicht frostfrei) und -70 ° C Gefrierschränke; 4 ^o C Kühlschrank
• Echtzeit-PCR-Nachweissystem
• Nukleinsäureextraktionssystem

Nukleinsäureextraktion

• Die Leistung von auf rRT-PCR-Amplifikation basierenden Assays hängt von der Menge und Qualität der Proben-Template-RNA ab. RNA-Extraktionsverfahren sollten vor dem Testen der Proben für die Gewinnung und Reinheit qualifiziert und validiert werden.
• Im Handel erhältliche Extraktionsverfahren, von denen gezeigt wurde, dass sie hochgereinigte RNA erzeugen, wenn die vom Hersteller empfohlenen Verfahren zur Probenentnahme befolgt werden, umfassen: bioMérieux NucliSens®-Systeme, QIAamp® Viral RNA Mini Kit, QIAamp® MinElute Virus Spin Kit oder RNeasy® Mini Kit (QIAGEN), EZ1 DSP-Virus-Kit (QIAGEN), Roche MagNA Pure Compact-RNA-Isolierungskit, Roche MagNA Pure Compact-Nukleinsäure-Isolierungskit und Roche MagNA Pure 96-DNA- und Virus-NA-Kit für kleine Volumina sowie Invitrogen ChargeSwitch® Total RNA Cell Kit.
• Restprobe und Nukleinextrakt aufbewahren und sofort bei -70 ^° C lagern
• Tauen Sie nur die Anzahl der Probenextrakte auf, die an einem einzigen Tag getestet werden. Extrakte vor dem Testen nicht mehr als einmal einfrieren / auftauen.

Qualitätskontrolle

Aufgrund der Empfindlichkeit der rRT-PCR sollten diese Tests unter Verwendung strenger Qualitätskontroll- und Qualitätssicherungsverfahren durchgeführt werden. Das Befolgen dieser Richtlinien hilft, die Wahrscheinlichkeit einer falsch positiven Amplifikation zu minimieren.

allgemeine Überlegungen

• Das Personal muss mit dem verwendeten Protokoll und den verwendeten Instrumenten vertraut sein.
• Halten Sie separate Bereiche und spezielle Geräte (z. B. Pipetten, Mikrozentrifugen) und Verbrauchsmaterialien (z. B. Mikrozentrifugenröhrchen, Pipettenspitzen, Roben und Handschuhe) für die Einrichtung der Reagenzien und die Handhabung der extrahierten Nukleinsäuren bereit.
• Der Arbeitsablauf muss immer vom sauberen zum schmutzigen Bereich erfolgen.
• Tragen Sie beim Einrichten der Reagenzien und beim Umgang mit extrahierten Nukleinsäuren saubere Einwegkittel und neue, zuvor ungetragene, puderfreie Handschuhe. Bei Verdacht auf Kontamination die Handschuhe wechseln.
• Primer / Sonden und Enzym-Master-Mix bei geeigneten Temperaturen lagern (siehe Packungsbeilagen). Verwenden Sie Reagenzien nicht über das Verfallsdatum hinaus.
• Halten Sie die Reagenzröhrchen und Reaktionen so weit wie möglich verschlossen.
• Oberflächen reinigen und dekontaminieren.
• Bringen Sie keine extrahierten Nukleinsäure- oder PCR-Produkte in den Assay-Setup-Bereich.
• Verwenden Sie nur Pipettenspitzen mit Aerosolbarriere (Filter).
• Verwenden Sie nur PCR-Plattenstreifenkappen. Verwenden Sie keinen PCR-Plattenversiegelungsfilm.

Assay-Kontrollen

• Assay-Kontrollen sollten gleichzeitig mit allen Testproben durchgeführt werden.
• PTC - Positive Template-Kontrolle mit einem erwarteten Ct-Wertebereich
• NTC - Negative Template-Kontrolle während des Aufbaus der rRT-PCR-Reaktion hinzugefügt
• HSC - Kontrolle der Extraktion menschlicher Proben, die gleichzeitig mit den Testproben extrahiert wurde; bietet eine Verfahrenskontrolle für die Nukleinsäureextraktion und eine sekundäre Negativkontrolle, die das Verfahren zur Nukleinextraktion und die Integrität der Reagenzien validiert
• RP - Alle klinischen Proben sollten auf das humane RNAse P (RNP) -Gen getestet werden, um die Probenqualität zu beurteilen
• Hinweis: Führen Sie weiterhin Protokolle der PTC-Leistung aus. Nach jedem rRT-PCR-Lauf klinischer Proben sollten die Kontroll-Ct-Werte aufgezeichnet werden.

rRT-PCR-Assays

Vorbereitung des Stammreagenzes

rRT-PCR-Primer / Sondensätze (siehe Packungsbeilage, falls von CDC bereitgestellt)

• Vorsichtsmaßnahmen: Diese Reagenzien sollten nur an einem sauberen Ort gehandhabt und bei geeigneten Temperaturen (siehe unten) im Dunkeln gelagert werden. Einfrieren-Auftauen-Zyklen sollten vermieden werden. Beim Auftauen kalt halten.
• Unter Verwendung einer aseptischen Technik werden getrocknete Reagenzien in 1, 5 ml nukleasefreiem Wasser suspendiert und 15 Minuten lang bei Raumtemperatur im Dunkeln rehydratisiert.
• Vorsichtig mischen und Primer / Sonde in 300 μl Volumen in 5 vormarkierte Röhrchen aliquotieren. Lagern Sie ein einzelnes Aliquot Primer / Sonde bei 2-8 ^° C im Dunkeln. Nicht wieder einfrieren (bis zu 4 Monate haltbar). Lagern Sie die restlichen Aliquots bei ≤ -20 ° C in einem nicht frostfreien Gefrierschrank.

Positive Template Control (PTC) (bei Verwendung der CDC-Positivkontrolle nCoVPC siehe Packungsbeilage von CDC)

• Vorsichtsmaßnahmen: Dieses Reagenz sollte in einem speziellen Bereich zur Handhabung von Nukleinsäuren mit Vorsicht behandelt werden, um eine mögliche Kontamination zu vermeiden. Einfrieren-Auftauen-Zyklen sollten vermieden werden. Beim Auftauen auf Eis halten.
• Wird zur Bewertung der Leistung von rRT-PCR-Assays verwendet. Das getrocknete Reagenz in jedem Röhrchen in 1 ml nukleasefreiem Wasser resuspendieren, um die richtige Konzentration zu erreichen. Aliquots zum Einmalgebrauch (ca. 30 μl) herstellen und bei ≤ -70 ° C lagern.
• Tauen Sie für jedes Experiment ein einzelnes Aliquot der verdünnten Positivkontrolle auf und halten Sie es auf Eis, bis es auf die Platte gegeben wird. Nicht verwendete Teile des Aliquots verwerfen.
• Das nCoVPC enthält auch menschliche DNA, die als positive Kontrolle für den RP-Assay dient.

Gerätevorbereitung

1. Reinigen und dekontaminieren Sie alle Arbeitsflächen, Pipetten, Zentrifugen und andere Geräte vor der Verwendung mit RNase Away ^® oder 10% frisch zubereitetem Bleichmittel.
2. Schalten Sie den AB 7500 Fast DX ein und lassen Sie den Block die optimale Temperatur erreichen.
3. Führen Sie die Platteneinrichtung durch und wählen Sie das Zyklusprotokoll am Instrument aus.
4. Geräteeinstellungen: Detektor (FAM); Quencher (keine); Passive Referenz: (Keine); Ausführungsmodus: (Standard); Probenvolumen (20 µL)

Gerätevorbereitung

Schritt	Fahrräder	Temp	Zeit
UNG Inkubation	1	25 ° C.	2 Minuten
RT Inkubation	1	50 ° C.	15 Minuten
Enzymaktivierung	1	95 ° C.	2 Minuten
Verstärkung	45	95 ° C.	3 Sek
		55 ° C.	30 Sekunden

* Fluoreszenzdaten (FAM) sollten während des Inkubationsschritts bei 55 ° C gesammelt werden.

Reaction Master Mix und Plattenaufbau

Hinweis: Die Konfiguration der Platteneinrichtung kann je nach Anzahl der Proben und Organisation des Arbeitstages variieren. NTCs und nCoVPCs müssen in jedem Lauf enthalten sein.

1. Stellen Sie den r4X Master Mix und die Primer / Sonden in die saubere Haube des Reagenzien-Aufstellungsraums auf Eis oder Kühlblock. Während der Zubereitung und Verwendung kalt halten.
2. 4X-Reaktionsmischung vor Gebrauch auftauen lassen.
3. Mischen Sie 4X Master Mix und Primer / Sonden durch 5-malige Inversion.
4. 4X Master Mix und Primer / Sonden kurz zentrifugieren und zum Kaltblock zurückkehren.
5. Beschriften Sie ein 1, 5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen für jeden Primer- / Sondensatz.

6. Bestimmen Sie die Anzahl der Reaktionen (N), die pro Assay durchgeführt werden sollen. Für die NTC-, nCoVPC- und RP-Reaktionen sowie für Pipettierfehler muss ein überschüssiges Reaktionsgemisch hergestellt werden. Verwenden Sie die folgende Anleitung, um N zu bestimmen:

   • Wenn die Anzahl der Proben (n) einschließlich der Kontrollen 1 bis 14 beträgt, ist N = n + 1
   • Wenn die Anzahl der Proben (n) einschließlich der Kontrollen 15 oder mehr beträgt, ist N = n + 2
7. Berechnen Sie für jeden Primer / Sonden-Satz die Menge jedes Reagenzes, das für jedes Reaktionsgemisch hinzugefügt werden soll (N = Anzahl der Reaktionen).

TaqPath ™ 1-Schritt RT-qPCR Master Mix

TaqPath ™ 1-Schritt RT-qPCR Master Mix

Schritt #	Reagens	Vol. pro Reaktion zugesetztes Reagenz
1	Nukleasefreies Wasser	N x 8, 5 ul
2	Kombinierte Grundierung / Sondenmischung	N x 1, 5 ul
3	TaqPathTM 1-Schritt RT-qPCR Master Mix (4x)	N x 5, 0 ul
	Volle Lautstärke	N x 15, 0 ul

1. Reagenzien in das jeweils gekennzeichnete 1, 5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen geben. Nach Zugabe der Reagenzien die Reaktionsmischungen durch Auf- und Abpipettieren mischen. Nicht vortexen.
2. 5 Sekunden zentrifugieren, um den Inhalt am Boden des Röhrchens zu sammeln, und dann das Röhrchen in ein kaltes Gestell stellen.
3. Stellen Sie Reaktionsstreifenröhrchen oder -platten in einem 96-Well-Kühlregal auf.
4. Geben Sie 15 µl jeder Mastermischung wie unten gezeigt in die entsprechenden Vertiefungen in der Reihe (Abbildung 1):

Abbildung 1: Beispiel für den Aufbau der Reaktionsmaster-Mischplatte

1. Bereiten Sie vor dem Umzug in den Bereich zur Handhabung von Nukleinsäuren die NTC-Reaktionen (No Template Control) für Spalte 1 im Bereich der Testvorbereitung vor.
2. Pipettieren Sie 5 µl nukleasefreies Wasser in die NTC-Probenvertiefungen. Verschließen Sie die NTC-Vertiefungen sicher, bevor Sie fortfahren.
3. Decken Sie die gesamte Reaktionsplatte ab und bewegen Sie die Reaktionsplatte in den Handhabungsbereich der Probennukleinsäure.

Vorlagenzusatz

1. Nukleinsäure-Probenröhrchen vorsichtig ca. 5 Sekunden lang vortexen.
2. Stellen Sie nach der Zentrifugation die extrahierten Nukleinsäure-Probenröhrchen in das Kühlregal.
3. Proben sollten zu Spalte 2-11 (Spalte 1 und 12 sind für Kontrollen) zu dem spezifischen Assay hinzugefügt werden, der getestet wird, wie in Abbildung 2 dargestellt. Pipettieren Sie vorsichtig 5, 0 µl der ersten Probe in alle für diese Probe gekennzeichneten Vertiefungen (dh Probe "S1" in Spalte 2). Halten Sie andere Probenvertiefungen während der Zugabe abgedeckt. Ändern Sie die Tipps nach jeder Zugabe.
4. Verschließen Sie die Säule, zu der die Probe hinzugefügt wurde, sicher, um eine Kreuzkontamination zu vermeiden und die Probenverfolgung sicherzustellen.
5. Wechseln Sie die Handschuhe häufig und bei Bedarf, um eine Kontamination zu vermeiden.
6. Wiederholen Sie die Schritte 3 und 4 für die verbleibenden Proben.
7. Falls erforderlich, 5 µl der mit Human Specimen Control (HSC) extrahierten Probe in die HSC-Vertiefungen geben (Abbildung 2, Spalte 11). Verschließen Sie die Vertiefungen nach der Zugabe sicher
8. Decken Sie die gesamte Reaktionsplatte ab und bewegen Sie die Reaktionsplatte in den Handhabungsbereich für die Kontrolle der positiven Schablone.

Assay Control Addition

1. Pipettieren Sie 5 & mgr; l nCoVPC-RNA in die Probenvertiefungen von Spalte 12 (2). Verschließen Sie die Vertiefungen nach Zugabe der Kontroll-RNA sicher.

   HINWEIS: Wenn Sie Streifen mit 8 Röhrchen verwenden, beschriften Sie die TAB jedes Streifens, um die Probenposition anzugeben. KENNZEICHNEN SIE NICHT DIE SPITZEN DER REAKTIONSROHRE!

2. Reaktionsröhrchenstreifen 10-15 Sekunden kurz zentrifugieren. Nach dem Zentrifugieren zum Kühlregal zurückkehren.

   HINWEIS: Wenn Sie 96-Well-Platten verwenden, zentrifugieren Sie die Platten 30 Sekunden lang bei 500 xg und 4 ° C.

Abbildung 2. 2019-nCoV rRT-PCR-Diagnosefeld: Beispiel für den Proben- und Kontrollaufbau

^a Ersetzen Sie die Probe in dieser Spalte bei Bedarf durch extrahiertes HSC

Datenanalyse

Speichern und analysieren Sie die Daten nach Abschluss des Laufs gemäß den Anweisungen des Geräteherstellers. Die Analysen sollten für jedes Ziel separat unter Verwendung einer manuellen Schwellenwerteinstellung durchgeführt werden. Die Schwellenwerte sollten so eingestellt werden, dass sie innerhalb der exponentiellen Phase der Fluoreszenzkurven und über jedem Hintergrundsignal liegen (siehe Abbildung 3). Das zur Einstellung des Schwellenwerts gewählte Verfahren sollte konsistent angewendet werden

Abbildung 3. Amplifikationsdiagrammfenster

Testergebnisse interpretieren

• NTCs sollten negativ sein und keine Fluoreszenzwachstumskurven aufweisen, die die Schwellenlinie überschreiten.

  • Wenn bei einer oder mehreren der Primer- und Sonden-NTC-Reaktionen ein falsches Positiv auftritt, kann eine Probenkontamination aufgetreten sein.

    Machen Sie den Lauf ungültig und wiederholen Sie den Assay unter strikter Einhaltung der Verfahrensrichtlinien

• Die PTC-Reaktion sollte ein positives Ergebnis mit einem erwarteten Ct-Wert für jedes im Test enthaltene Ziel ergeben.

  • Wenn keine erwartete positive Reaktivität erreicht wird, machen Sie den Lauf ungültig und wiederholen Sie den Assay unter strikter Einhaltung der Verfahrensrichtlinien.
  • Ermitteln Sie die Ursache für eine fehlgeschlagene PTC-Reaktivität, führen Sie Korrekturmaßnahmen durch und dokumentieren Sie die Ergebnisse der Untersuchung und Korrekturmaßnahmen.
  • Verwenden Sie keine PTC-Reagenzien, die kein erwartetes Ergebnis erzielen.

• RP sollte bei oder vor 35 Zyklen für alle klinischen Proben und HSC positiv sein, was auf das Vorhandensein einer ausreichenden Nukleinsäure aus dem menschlichen RNase P-Gen hinweist und darauf hinweist, dass die Probe von akzeptabler Qualität ist.

  • Wenn RNase P in HSC nicht erkannt wird, kann dies Folgendes anzeigen:

    • Unsachgemäße Einrichtung und Ausführung des Assays
    • Fehlfunktion des Reagenzes oder der Ausrüstung

  • Der Nachweis von RNase P in HSC, aber das Nichtnachweisen von RNase P in einer der klinischen Proben kann Folgendes anzeigen:

    • Unsachgemäße Extraktion von Nukleinsäure aus klinischen Materialien, was zum Verlust von Nukleinsäure oder zur Übertragung von PCR-Inhibitoren aus klinischen Proben führt
    • Fehlen von ausreichend menschlichem Zellmaterial in der Probe, um den Nachweis zu ermöglichen

• HSC sollte für 2019-nCoV-spezifische Primer / Sonden-Sets negativ sein.

  • Wenn 2019-nCoV-spezifische Primer / Sonden eine Wachstumskurve aufweisen, die die Schwellenwertgrenze überschreitet, interpretieren Sie dies wie folgt:

    • Möglicherweise ist eine Kontamination der Nukleinsäureextraktionsreagenzien aufgetreten. Machen Sie den Lauf ungültig und bestätigen Sie die Reagenzienintegrität der Nukleinsäureextraktionsreagenzien, bevor Sie weitere Tests durchführen.
    • Eine Kreuzkontamination der Proben trat während der Nukleinsäureextraktionsverfahren oder des Assay-Aufbaus auf. Machen Sie den Lauf ungültig und wiederholen Sie den Assay unter strikter Einhaltung der Verfahrensrichtlinien.
• Wenn alle Kontrollen die erwartete Leistung aufweisen, wird eine Probe als negativ angesehen, wenn alle Schwellenwertwachstumskurven des Zyklus 2019-nCoV (N1, N2, N3) den Schwellenwert NICHT überschreiten UND die RNase P-Wachstumskurve die Schwellenwertlinie NICHT überschreitet.
• Wenn alle Kontrollen die erwartete Leistung aufweisen, wird eine Probe als positiv für 2019-nCoV angesehen, wenn alle Schwellenwertwachstumskurven des Markerzyklus (N1, N2, N3) die Schwellenwertgrenze überschreiten. Die RNase P kann wie oben beschrieben positiv sein oder nicht, aber das Ergebnis 2019-nCoV ist weiterhin gültig.
• Wenn alle Kontrollen die erwartete Leistung aufweisen und die Wachstumskurven für die 2019-nCoV-Marker (N1, N2, N3) UND den RNase P-Marker die Zyklusschwellenwachstumskurve NICHT überschreiten, ist das Ergebnis ungültig. Die aus der Probe extrahierte RNA sollte erneut getestet werden. Wenn keine restliche RNA verfügbar ist, extrahieren Sie die RNA erneut aus der verbleibenden Probe und testen Sie sie erneut. Wenn die erneut getestete Probe für alle Marker negativ ist und alle Kontrollen die erwartete Leistung aufweisen, ist das Ergebnis "ungültig".
• Wenn alle Kontrollen die erwartete Leistung und die Wachstumskurve der Zyklusschwelle für einen oder zwei Marker (N1, N2, N3) aufweisen, aber nicht alle drei die Schwellenlinie überschreiten, ist das Ergebnis für 2019-nCoV nicht schlüssig. Extrahieren Sie die RNA erneut aus der Restprobe und testen Sie sie erneut.

Interpretation der Ergebnisse des 2019-nCoV rRT-PCR-Diagnosepanels

Interpretation der Ergebnisse des 2019-nCoV rRT-PCR-Diagnosepanels

2019 nCoV_N1	2019 nCoV_N2	2019 nCoV_N3	RP	Ergebnis Interpretationa
+	+	+	±	2019-nCoV erkannt
Wenn nur ein oder zwei von drei Zielen positiv sind			±	Nicht schlüssiges Ergebnis
- -	- -	- -	+	2019-nCoV nicht erkannt
- -	- -	- -	- -	Ungültiges Ergebnis

Assay-Einschränkungen

• Analysten sollten vor Durchführung des Assays geschult und mit den Testverfahren und der Interpretation der Ergebnisse vertraut sein.
• Ein falsch negatives Ergebnis kann auftreten, wenn die Probe aufgrund unsachgemäßer Entnahme, Transport oder Handhabung nicht genügend Organismen enthält.
• Insbesondere RNA-Viren zeigen eine erhebliche genetische Variabilität. Obwohl Anstrengungen unternommen wurden, um rRT-PCR-Assays für konservierte Regionen des viralen Genoms zu entwerfen, kann eine Variabilität, die zu Fehlanpassungen zwischen den Primern und Sonden und den Zielsequenzen führt, zu einer verminderten Assay-Leistung und möglichen falsch negativen Ergebnissen führen.